动物生理学实验指导书.pdf

目录 生理学常用实验仪器和手术器械的认识---实验前教育 …………………………………… 1 实验一 反射弧的分析……………………………………………………………………… 7 实验二 坐骨神经-腓肠肌标本的制备和骨骼肌的特性……………………………………9 实验三 刺激的极性法则……………………………………………………………………14 实验四 鱼类血红蛋白含量测定……………………………………………………………15 实验五 红细胞比积（比容）的测定………………………………………………………17 实验六 红细胞的溶解——溶血作用………………………………………………………19 实验七 白细胞机能的实验观察……………………………………………………………21 实验八 鱼心期前收缩和代偿间歇…………………………………………………………22 实验九 蛙类离体心脏灌流…………………………………………………………………23 实验十 蛙类心脏的神经支配………………………………………………………………28 实验十一 蛙肾小球血流的观察 ……………………………………………………………30 实验十二 迷走神经对鱼胃运动的影响 ……………………………………………………31 实验十三 鱼类肾小管的主动运输 …………………………………………………………34 实验十四 胰岛素致低血糖效应 ……………………………………………………………36 实验十五 抗利尿激素（ADH）对蟾蜍膀胱水转运的影响 ………………………………37 实验十六 腺垂体激素对蛙体色和生殖的影响 ……………………………………………38 附录 常用生理溶液的配制 …………………………………………………………………40  1 生理学常用实验仪器和手术器械的认识---实验前教育 一 分组（每班分成 6 组或 8 组，每组人数视班级总人数而定） 二 设备的管理 采取登记使用制度，具体方案由实验室管理办公室制定。

三 实验课的目的和要求 动物及鱼类生理学既是一门理论性学科，也是一门实验性学科它的理论和概念都是根据实践观察和科学实验中总结出来的，它的发生和发展都离不开科学实验，因此，实验课在生理学中占有重要的地位，实验课的目的在于： （一）了解获得生理学知识的科学方法，加强理论来源于实践的认识 （二）熟悉和掌握生理学实验的一般方法及基本操作技能 （三）亲自动手，直接验证理论，加深印象，以巩固理论知识 （四）在实验中训练严谨的科学作风和实事求是、一丝不苟的科学态度，加强辨证唯物主义的观点 （五）培养科学的思维方法和独立地分析问题、解决问题的能力 为达到以上目的，要求同学们必须做到以下几点： （一）实验前认真做好准备 1．仔细阅读实验指导，了解当次实验的目的和要求、方法和步骤，牢记注意事项 2．结合实验内容认真复习和掌握有关理论， 预测各项实验应得的结果和可能产生的误差 （二）实验时严肃认真 1．实验器材的放置力求整齐、清洁、有条不紊，方便于操作 2．按照实验步骤循序操作，严格遵守操作规程，正确使用各种仪器和药物 3．以小组进行的实验，每项观察前，小组成员应分工明确，在统一指令下配合行动，以减少不必要的误差。

4．仔细观察，准确记录各项实验结果，边观察、边思考该结果产生的原因、机理及生理意义 5．切实执行实验室守则 （三）实验后及时总结 1．将实验器材洗净擦干，并整理就绪，请教师验收 2．将实验记录到的实验结果加以归纳、分析，从中找出一般性、规律性的现象，与所学理论进行对照，对客观真理加以肯定，对伪象和误差加以分析说明，按实验报告的写作要求，认真独立地用统一的实验报告纸写好实验报告，并按时交报告 四 实验报告的规范 （一）姓名 班别 组别 日期 （二）实验号和题目 （三）实验目的 （四）实验对象 （五）实验方法和步骤：如果按现成的实验指导进行，则不必描述如果是自行设计的实验则应详细叙述 （六）实验结果：是实验报告的 基本部分，是进行科学分析和作出科学结论的依据必须将实验过程所观察到的现象忠实、详细、准确地记录下来如果实验中出现的结果与预测的结果不符时，应如实将实验结果记录下来，不得凭主观对结果进行取舍进行实验时应即时记录，不能凭记忆记录实验结果，否则则容易发生差错和遗漏 实验结果按不同的需要应进行分析和整理，凡属测量性质的结果，如高低、长短、快慢、轻重、多少等，均应以正确的单位和数值定理，如呼吸以次/分为单位；凡可以用曲线记录的实验结果，尽量用曲线记录，要求记录曲线完整、清晰，在曲线上要标志说明，有刺激前的 2 对照，刺激时的反应和刺激去除后的恢复过程，要有刺激记号、刺激参数和时间记号等；有些实验测量出的结果为了便于比较、分析，可用表格或绘图表示。

对上述实验结果的数据、图、表，还可以用文字进一步描述其变化情况和规律，描述过程要客观，切忌主观臆断记录生理学实验结果的图、表，每人均应独立作出图应有自明性图的内容包括图的名称，图的各部分含义表亦应有自明性 （七）分析讨论：对实验结果的分析讨论是实验报告不可缺少的部分，是感性认识提高到理性认识的必要手段这是作者进行独立思考、独立分析问题和解决问题的结果，不同作者对于同样的结果可以有不同的理解，进行不同的分析，得出不同的结论所以每个人均应有自己的讨论，不得抄袭 讨论可以根据已知的理论知识对实验现象进行分析；或者从实验中获得规律性内容，经总结上升为理论，切忌盲目抄书，如遇到已知理论不符的情况时，应分析其可能原因，在可能的条件下，最好提供出进一步验证的证据 （八）结论：是从本实验结果的分析综合中归纳出带规律性、概括性的判断，所以总结中不应罗列具体结果，更不要写进本实验未能证实的内容结论应是实验结果所说明的概原则或理论的简明总结 实验报告的书写是富有创造性的工作，应严肃认真 五 实验室守则 （一）不迟到早退，不大声喧哗，不到处走动，不做与实验无关的事，实验时有事外出或早退应向教师请假 （二）认真做好是眼前准备，实验时认真操作，实验过程仔细观察、准确记录。

（三）爱惜器材、节约实验动物和药品，各组使用本组的器材、不与其他组调换如需要可向教师要求添加或调换器材，仪器要按操作规程使用，如遇损坏或失灵，应及时报告带班教师，不得自己乱修损坏东西要登记赔偿 （四）保持实验室整洁实验动物尸体不可乱丢，桌上污有血迹时应及时抹干净实验结束后，安排值日生打扫清洁，必须关好水、电、门窗后才能离开实验室 六 常用仪器和手术器械的认识 （一）手术器械 在生理学实验中使用的手术器械，基本上与人用手术器械相同现将蛙、鱼类常用手术器械简介于下： 1．剪刀 手术剪用于剪肌肉、筋膜和结缔组织等；眼科剪用于剪神经、血管和浆膜等细软组织；普通剪或金冠剪用于剪骨或皮肤等粗硬组织 2．镊子 手术镊子用于夹住或提起组织和牵提切口处的皮肤，以便于剥离、剪断或缝合；眼科镊子用于夹捏神经、血管和浆膜等细软组织 3．金属探针 用于破坏蛙或蟾蜍脑和脊髓，或破坏鱼的脊髓 4．玻璃针 直形和有钩的，用于分离神经和血管组织等 5．锌铜弓 用于对神经肌肉标本施加刺激，以检查其兴奋性 6．蛙心夹 用于夹住蛙或鱼心尖，并和张力传感器连接 7．蛙板和蛙钉 二者配合用于将蛙体或鱼体固定。

8．杯 小杯子用于盛任氏液或鱼用生理溶液大杯子用于盛污物 9．注射器和针头 配合用于注射各种药物、溶液或抽血等 此外，在哺乳类动物手术器械中还常用：手术刀（用于切开皮肤和肌肉），止血钳（用于分离皮下组织，夹钳血管止血和提起皮肤切口蚊式止血钳较小，适用于分离小血管及神经周围的结缔组织）动脉夹（用于阻断血管血流）、缝针（一般直针用于缝合皮肤，弯针用于缝合深层组织）、气管插管（急性动物实验时，用于插入气管，以保证气道畅通）、三通开关（急性动物实验时，用于插入动脉的塑料管与血压换能器的连接，并能通过侧孔注射抗凝剂）、动静脉插管（静脉插管用于静脉注射药物和溶液，动脉插管测量动脉血压用）等  3 （二）SuperLab 生理实验教学系统 1．原理 信号 1 标本 信号 2 换能器 信号 3 （电刺激，由电脑输出） → （肌肉收缩） → （曲线，由显示器输出） 请注意，信号 3 的曲线虽然表现了肌肉收缩的特性，但其本身并非机械曲线，而是它的一种表现形式 2．使用方法 硬件：四个通道（一个张力通道、一个压力通道，二个生物电通道），一个刺激输出，一个计滴输出。

软件： （1）登录界面：普通用户直接确定，不需输入密码 （2）菜单栏  4 文件菜单：用来新建实验、打开历史实验、保存实验、保存配置、打开配置、退出实验等 编辑菜单：用来删除、复制、粘贴操作 视图菜单：用于设置界面的形式 设置菜单：用于设置工作方式和计时器清零工作方式包括信号采集和数据回放两种 工具菜单：提供对计算器、记事本、画图、Microsoft Word、Microsoft Excel等工具的连接 窗口菜单：包括标记创建窗和标记查找窗 帮助菜单：提供智能帮助和有关产品的信息 （3）工具栏 提供菜单栏里有关选项的快捷方式鼠标置于图标上时会出现相应的文字提示 （4）选取通道 通道 1 为张力通道，通道 2 为压力通道，通道 3 和通道 4 为生物电通道。

点击表示相应的小灯泡，将使通道在屏幕上显现和隐藏 （5）灵敏度调节 只需调节张力一项定标不可随意更改对换能器的定标在出厂时已经完成并进行了加密，用户不能对此项进行设置 （6）扫描速度调节 SuperLab 屏幕右下角的两个手指则只能用来调节幅度和波宽的比值，对幅度没有影响它可以用来调节扫描的速度 （7）刺激参数设定 “间隔”或叫刺激间隔，意指相邻两个刺激之间的时间间隔；串数指的是一个主周期内有几串脉冲，有几串脉冲串数就为几，比如，在一个主周期内有 2 串脉冲，则串数就为 2，因为只有在刺激模式为“主周期”的情况下此选项才高亮显示；“脉冲个数”即一串脉冲中有多少个刺激增量”一词只在刺激模式为“间隔渐变”/“幅度渐变”/“波宽渐变”的条件下才有意义 “初始值” 5 也一样设置刺激参数要注意相邻两串脉冲不可距离过近， 否则将会引起标本疲劳这一点可以通过适当设置延时加以调节 此处各术语的含义如下图所示。

图 1 电子刺激器的波形及其参数 延迟（延时）：设置来自本机主间隔触发或者外部触发电脉冲到产生刺激电脉冲之间的时间，即刺激同步输出刺激波输出之间的产生一定的时间延迟， 用于刺激脉冲引起的动作电位显示在屏幕上的适合位置，便于观察和分析 波宽：指刺激脉冲的作用时间 串间隔：指的是双脉冲或串内脉冲之间的时间间隔 主间隔：控制整机输出脉冲（包括刺激电脉冲和触发电脉冲）的总周期，即设置重复刺激脉冲的时间间隔 （8）刺激和信号记录  6 软件界面下方的刺激按钮用来向标本施加电的刺激 按一下施加刺激，按两下取消刺激，依此类推信号记录和暂停按钮在软件界面左下方 3．注意事项 （1）定标 定标不可随意更改对换能器的定标在出厂时已经完成并进行了加密， 用户不能对此项进行设置 （2）换能器使用完毕后，必须将盖子拧紧 （3）SuperLab 生理信号记录系统中，时间可以由系统自动测量，但不能自动控制。

（4）其他  7 实验一 反射弧的分析 【目的要求】分析反射弧的组成部分，并探讨反射弧的完整性与反射活动的关系 【基本原理】反射是指在中枢神经系统参与下，机体对刺激所产生的反应过程反射活动的结构基础是反射弧，包括感受器、传入神经、神经中枢、传出神经和效应器五部分本实验利用稀硫酸为刺激物，刺激“脊蛙” （只保留脊髓的蛙或蟾蜍）的后肢足趾皮肤，以引起“脊蛙”的屈腿动作作为出现反射活动的指标分别在破坏该反射的反射弧各个环节之前、后进行实验，然后根据每一组的实验结果进行分析 【动物与器材】蛙或蟾蜍蛙手术器械一套，支架、肌夹，大烧杯、培养皿，硫酸（0.5％或1％），纱布，探针，玻璃分针 【方法与步骤】1.“脊蛙”的制备 用探针在蛙枕骨大孔处插入，或短脑与脊髓联系后毁脑，保留脊髓然后用肌夹夹住下颌，将肌夹固定于支架上，将“脊蛙”悬挂起来，准备进行以下实验 图 2 制备好的脊髓动物 2．用培养皿盛少量的 0.5％或 1％硫酸溶液，让蛙右后肢较长的脚趾尖浸入硫酸溶液中（约浸 1-3 个脚趾即可），观察“脊蛙”是否出现屈腿动作，一经出现屈腿动作，立即用盛自来水的大烧杯浸洗掉脚趾皮肤上的硫酸，并用纱布将水揩干（如下图）。

图 3 实验示意图  8 3．将浸过硫酸的右后肢脚趾皮肤剥去，在重复上一项实验（注意，硫酸溶液切勿碰到未剥皮的脚趾）观察蛙腿有无反应，对比两项实验结果，说明了什么？ 4．用硫酸溶液浸泡右后肢未剥皮的脚趾是否出现屈腿动作？用水洗脚趾并揩干 5．在右后肢大腿背侧沿坐骨神经方向将皮肤剪开，在股二头肌和半膜肌之间找出并分离坐骨神经，用玻璃分针挑起，再用眼科剪小心地将其剪断（注意：不要剪断与之并行的血管，以免出血）重复上一项实验，观察是否出现屈腿动作，并对比 4、5 两项实验结果 6．用硫酸溶液浸泡左后肢脚趾皮肤，观察是否出现屈腿动作，然后用水洗脚趾并揩干 7．用探针插入脊髓椎管内，将脊髓捣毁，再重复上一项实验，是否有反应？对比 6、7 两项结果 注意事项： 1．注意实验的顺序； 2．剥皮操作是剥去脚趾皮肤，而不是后肢皮肤； 3．左右后肢应分辨清楚，不可随意颠倒； 4．第一步操作是毁去脑，而不是同时毁去脊髓； 5．用酸刺激后，应尽快洗净脚趾上残留的硫酸，并用纱布擦干； 6．使蛙的皮肤保持湿润每一项试验应在蛙安静时进行； 7．两相相互对比的实验，脚趾浸入硫酸的深度应尽量一致； 8．如不出现屈脚动作，而酸刺激已达1min 之久，即可视为无反应，不应继续刺激，以免烧伤皮肤。

作业：综述每组实验结果，进行分析讨论最后作出反射弧的完整性与反射活动有什么关系的结论  9 实验二 坐骨神经-腓肠肌标本的制备和骨骼肌的特性 【目的要求】 1．学会制备神经—肌肉标本的方法； 2．通过电刺激，观察不同刺激强度与骨骼肌收缩力量的关系； 3．进一步观察刺激强度不变时，改变刺激频率对肌肉收缩的影响，了解骨骼肌收缩特点 【基本原理】 1．坐骨神经—腓肠肌标本（神经—肌肉标本）是从蛙（或蟾蜍）后肢取下的坐骨神经及其支配的腓肠肌制成，该标本所需的存活条件比较简单，易于控制和掌握，因此，常用来观察神经冲动、兴奋性、兴奋过程及骨骼肌收缩特点等 2．整块肌肉对刺激的反应不具有“全或无”现象，而是在一定范围内肌肉的收缩力量随刺激强度增大而增加，这是由于肌纤维兴奋性高低各不相同的缘故阈刺激时，少数兴奋性高的肌纤维先收缩，超过最大刺激强度时，收缩力不再增加 3．肌肉接受一次刺激产生一次收缩，称为单收缩如果使二个相继刺激作用于肌肉，而第二个刺激正好落在第一个刺激所引起肌肉收缩的舒张期或缩短期内，结果引起肌肉收缩总和，收缩曲线呈现不同程度的叠加当刺激频率增加到某一限度时，表现为不完全强直收缩和完全强直收缩。

【实验材料和器材】 蛙，蛙手术器械（粗剪刀、普通手术剪、眼科剪、普通手术镊、眼科镊）、蛙板、探针、玻璃分针、图钉、丝线、肌动器、铁架台、双凹夹、培养皿、烧杯、滴管、任氏液、锌铜弓、SuperLab 生理信号记录系统） 【方法和步骤】 1．基本步骤 （1）制备兴奋性良好的坐骨神经---腓肠肌标本，置任氏液中备用坐骨神经---腓肠肌标本的制作方法见后面 （2）标本在肌动器上的装置方法如图所示先将标本的股骨插入电极旁的小孔内，并旋紧固定螺丝将股骨固定， 把结扎跟腱的线系于换能器的受力点上， 使线保持拉直状态标本的坐骨神经搭在电极上肌动器固定于支架上 （3）肌动器和 SuperLab 生理信号记录系统的连接方法如图所示SuperLab 生理信号记录系统的刺激输出线接肌动器的刺激电极 图 4 刺激与反应实验装置  10 （4）阈收缩与阈上收缩 采用刺激模式：单刺激调节刺激强度从最小逐渐增加（0.1~1.0V），测定肌肉开始出现的微弱收缩，即阈收缩，并记录收缩曲线停止后再记录一段后，按上述方法，继续增加刺激强度每刺激一次，肌肉的收缩反应幅度增高一次，此即阈上收缩。

（5）单收缩 选用屏幕扫描速度 2000:1，选择适当的阈上刺激进行单刺激，即描记出单收缩曲线 （6）不完全强直收缩与完全强直收缩 选择同样屏幕扫描速度和同样的强度进行阈上刺激选择刺激模式“主周期”或“串刺激”，逐渐加大刺激频率，分别记录不同频率（如 1，2，5，10，20，50Hz）时的肌肉收缩曲线，观察收缩曲线的变化每次刺激时间约 1~2 秒，然后让肌肉休息片刻由于刺激频率不同，肌肉将先后出现单收缩、不完全强直收缩和完全强直收缩 2．刺激参数的设置（以下考虑到时间限制，只进行刺激频率的实验） 实验中波宽统一采用 2ms 刺激参数的设置为： 波宽 2ms 幅度 0.5V 刺激间隔 对串刺激和主周期模式有意义， 由 200ms 到 20ms （200ms， 100ms， 50ms， 20ms） ，单刺激无意义 刺激个数 由 1 到 50（1，2，5，10，20，50），指的是一个串内的刺激个数，刺激个数为 1 或者 2 时，不能形成收缩复合 刺激个数为 1 和 2 时，选择刺激模式“单刺激”（刺激个数为 2 时，也可以选择刺激模式“串刺激”，此时间隔为 500 ms）；刺激个数为 5~50 时，原理上选择刺激模式“主周期”或“串刺激”均可，但考虑到主周期模式有多串刺激，可能造成标本的疲劳，故本实验采用串刺激模式。

延时 20ms （此处，刺激间隔=间隔，主周期=总周期=主间隔） 时间的控制 SuperLab 生理信号系统中，时间可以由系统自动测量，但不能自动控制 实验结果的记录 由于本实验室暂时没有打印机， 故结果需自行画出 （SuperLab 生理信号系统可以保存图片，但是考虑到操作上的复杂，仍采用手画的方式作图） 【注意事项】 1．在制备神经肌肉标本时，应动作迅速任氏液虽然与蛙的体液成分相似，但毕竟不同，时间太长仍然会影响标本兴奋性； 2．制备标本时操作应精确和细心，动作要轻，以免损伤标本的神经和肌肉，尤其不能强力牵拉神经和剪伤神经、肌肉，避免直接手触神经和肌肉； 3．注意保留股骨，跟腱处结扎要牢固； 4．丝线应与换能器的弹簧片保持垂直； 5．实验过程中，要不断滴加任氏液以免标本干燥，但肌动器上不能残留过多任氏液，以免造成刺激电极短路； 6．每做一个实验之前，必须做好刺激参数的设定； 7．记录时注意注明刺激参数； 8．实验完毕时，注意检查和整理物品，尤其注意把换能器上的盖子拧好 实验安排  11 1．先在各自的实验室制备标本，每组一只蛙标本制备成功后，进入机房进行记录，每组一台机；实验各组按机器编号对号上机。

2．各组成员应注意分工，以提高效率和避免失败 3．实验完毕后，各组桌面上的物品自行整理，并做好卫生，将器材送回准备室，铁架台可留在机房；值日生打扫室内清洁 坐骨神经---腓肠肌标本的制备 【实验材料和器材】 蛙，蛙手术器械（粗剪刀、普通手术剪、眼科剪、普通手术镊、眼科镊）、蛙板、探针、玻璃分针、图钉、丝线、培养皿、烧杯、滴管、任氏液、锌铜弓 【方法与步骤】 1．破坏脑和脊髓 左手持蛙，用食指向下压其吻部，拇指按压背部，使头部尽量前俯，右手持探针沿头背正中线向尾端触滑，在两侧耳后缘连线前约 3mm 处可触到凹陷处即枕骨大孔部位，可将探针由此处垂直刺入皮肤到达椎管再将针尖转向前方插入颅腔，并左右搅动捣毁脑组织，然后将探针退出至刺入点皮下，针尖转向尾侧，捻动探针使逐渐插入整个脊椎管内，捣毁脊髓此时，如蛙呼吸动作消失，四肢松软，即表示脑和脊髓完全破坏（如下图） 图 5 蛙类双毁髓法 2．制备粗制标本 右手握住蛙后肢，在骶髂关节水平以上约 1cm 处，右手拿粗剪刀剪断脊柱，并将头和前肢连同所有内脏剪去弃于烧杯内然后用左手拇指及食指捏住脊柱断端，右手捏住断端边缘皮肤，向下剥掉全部后肢皮肤。

将此粗制标本放入盛有任氏液的培养皿中洗净双手和用过的器械  12 图 6 剥去后肢皮肤的方法 3．分离两腿 左手捏住脊柱断端将标本提起，背部朝上，尾端上翘，两后肢下垂，用粗剪刀沿水平方向在泄殖孔上方剪去凸出的尾杆骨，然后沿中线将脊柱剪成左右两半，再从耻骨联合中间剪开两侧大腿（为保证两侧坐骨神经完整，向下剪时应避免偏向一侧）将已分离的标本浸入盛任氏液的培养皿中 4．游离坐骨神经 取一条后肢腹侧向上放在蛙板上，先用玻璃分针沿脊柱侧游离坐骨神经，然后背侧向上，用图钉固定于蛙板上用眼科镊子夹住位于坐骨神经上方的梨状肌及其周围的结缔组织，并轻轻提起，用眼科剪小心剪断（注意，进剪方向始终与神经干平行，可避免伤及神经）再在背侧股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，用玻璃分针纵向分离暴露坐骨神经（如下图）神经完全暴露后，用粗剪刀剪下一小段与神经相连的脊椎用镊子提起此块脊椎，以眼科剪剪去坐骨神经干上的分支，一直游离至膝关节处 图 7 分离坐骨神经法  13 5．完成坐骨神经－腓肠肌标本 将以游离的坐骨神经搭在腓肠肌上，在膝关节周围剪断大腿肌肉，并用粗剪刀将股骨刮干净，不要在股骨下端坐骨神经周围残留过多的破碎肌肉组织，距膝关节约 1cm 处剪断股骨。

用玻璃分针或眼科镊子在腓肠肌跟腱下方穿孔，并穿线结扎，保留一段线，在结扎处下端用粗剪刀剪断跟腱，左手执线提起腓肠肌，并逐步游离至膝关节处要防止剪伤腓肠肌肌膜和该肌的神经分支，小心保留腓肠肌起点与骨的联系然后在膝关节下将小腿其余部分全部剪去留下的便是带有脊椎的坐骨神经－腓肠肌标本（如下图） 图 8 蛙坐骨神经-腓肠肌标本 6．检查标本的兴奋性 取锌铜弓在任氏液中浸湿后接触坐骨神经，如腓肠肌发生灵敏的收缩，表明标本性能正常，将此标本放入新鲜的任氏液中待用  14 实验三 刺激的极性法则 【目的要求】掌握刺激的极性法则 【基本原理】使用直流电刺激可兴奋细胞，之所以能使细胞产生兴奋，从根本上讲是电刺傲改变了细胞原来膜内外之间的电位差细胞的静息膜电位为外正内负，如果刺激使膜电位差值减小（去极化），细胞则兴奋；如果使膜电位差值增大〔超极化），细胞则兴奋性降低（抑制）因此在细胞膜外使用直流电刺激细胞，通电时兴奋只发生在负极，正极的兴奋性下降；在持续通电期问不形成刺激；断电时产生反向电流，兴奋只发生在正极；通电的刺激强度大于断电 刺激神经干最简单的方法就是使用锌钢弓锌铜弓在溶液中沾湿以后，锌的表面电离出正离子．里面形成负离子；而铜的表面电离出负离子，里面形成正离子。

当锌铜弓接触活组织时，电流便沿肴锌一活组织一铜的方向流动而产生刺激效应所以锌相当于正极，而铜相当于负极发挥刺激作用当断开时，则发生相反的效应使用锌钢弓就可以在剥离的蟾蜍坐骨神经干（也可在在体的蟾蜍神经干）上进行这一实验 方法步骤： 1．在坐骨神经腓肠肌标本（具体制作方法见实验二）的神经干中间部位用干棉线结扎，以阻断其传导兴奋的能力 2．用锌铜弓跨越结扎线结刺激坐骨神经干使锌极在腓肠肌一端刺激，观察腓肠肌收缩发生在通电（接触神经干）时还是断电（离开伸经干）时 3．调转锌铜弓的极性，使铜极在腓肠肌一端刺激，观察腓肠肌收缩发生在通电时还是断电时注意比较实验步骤 2 和 3 引起腓肠肌收缩的强度是否一样，哪个收缩强度比较大？ 4．可以多个同学手拉着手串联起来，第一个同学用锌钢弓的铜极接触结扎线结一端的神经干，最后一同学拿另一只锌铜弓用锌极接触扎线结另一端的神经干，即使中间有 5 个以上同学拉手串联起来也能得到良好的实验效果 5．解释各项实验结果 注意： 1．用锌铜弓刺激时，一定要使神经干悬空，且勿接触其他物体 2．如果神经干结扎不好，通电和断电时都会引起腓肠肌收缩，需重新结扎  15 实验四 鱼类血红蛋白含量测定 【目的要求】 掌握鱼类血红蛋白测定的原理和方法。

【基本原理】 测定血红蛋白含量的方法有多种最常用的是沙利氏比色法其原理是将少量稀盐酸加入一定量血液，使血红蛋白的亚铁血红素变为高铁血红素，使溶液呈现稳定的棕黄色用水稀释后与标准色管比较，即可直接读出每100ml 血液中所含的血红蛋白克数 【动物与器材】 鱼，血红蛋白计（Shali 氏）1 套，0.1mol／L 盐酸（或 1％盐酸）、蒸馏水、95％酒精，乙醚、滴管、小玻棒、棉球沙利氏血红蛋白计主要有吸血管、比色计和比色管等部件（下图）吸血管为一厚壁毛细玻璃管，其上有一20mm3（即 20μl）的刻度，尾端膨大，上面套上顶端有孔的橡皮帽或套上胶管，供吸血用比色计的一侧（或两侧），装有标准色玻璃管，比色管则可插在比色计中与其一侧（或两侧）的标准色进行比色比色管的两侧有两行刻度，一行为血红蛋白量的绝对值，表示每 100ml 血液中所含血红蛋白克数（g%），由 2至 20 为止；另一行为血红蛋白相对值，表示相当正常平均值的百分比（%）由 20 起至 160止人用的比色计是以 100ml 血液中含有血红蛋白 14.5g 为 100％本实验以绝对值（g/%）来表示为宜 图 9 血红蛋白计 【方法与步骤】 1．用滴管吸取 0.1mol/L 盐酸，滴 5～6 滴入刻度比色管内（约加到管下端刻度 2 处）。

2．采血鱼类采血方法多种，可采用尾静脉采血法将鱼用 0.01％MS－222 或 0.5％氨基甲酸乙酯（乌拉坦）浸浴麻醉（或不麻醉）后，用 2ml 注射器套上针头从尾柄腹侧插入，当血液上升到针头时，取下针筒，直接在针头上吸取所需血液必要时可从心脏直接采血，但这种方法会使心脏受到损伤而不适宜继续的和多次取血样用吸血管吸取鱼血至 20mm3（即20μl）刻度处（要准确）将管尖端外面的血液拭去 3．将吸血管迅速插入刻度比色管底的盐酸中，徐徐滴血于液体底层，并利用上层的盐酸将吸血管洗涤多次（避免起泡），使管内壁血液全部进入溶液中取出吸血管后，轻轻摇动比色 16 管，使血液与盐酸充分混合，静置 10 分钟，使管内盐酸和血红蛋白作用完全，形成棕色的高铁血红蛋白 4．用滴管将蒸馏水逐滴加入比色管中，每加一滴后应摇匀或用小玻棒搅匀，常观察比色管内颜色，直到色度与标准玻璃的色度相同位置（应在自然光下比色） 5．取出刻度比色管，观察并记录下管内溶液凹面最低处的刻度数字，即为每 100ml 血液中血红蛋白的克数 【注意事项】 1．采血操作要迅速、 准确， 不能凝血 （必要时可用 1%肝素钠或其他抗凝剂处理注射器） ，也不能有气泡，否则须弃去重采。

2．吸管使用后，必须立即洗涤，并晾干； 3．血红蛋白计的吸血管很容易损坏，应妥加爱护管内有凝血时不可用金属丝疏通，可浸入 1%氨水或 45%尿素溶液中（本实验采用的是氨水）； 4．血液与盐酸作用的时间不可过短，必须在 10 分钟后方可稀释比色，否则血红蛋白不能充分转变成为高铁血红蛋白 作业： 记录被测鱼的血红蛋白含量（g%），进行分析讨论 说明： 1． 血红蛋白含量测定实验用的旧吸血管刻度为 20CMM， 其含义为 20MM3（20CMM， 20 cubic mm）吸血时吸至此刻度； 2． 采血时从鱼的尾部体侧稍微偏向腹侧进针，方向指向脉脊，并刺入脉棘下静脉中； 3． 沙利氏血色素计的原理：在与标准色相同的情况下，溶液的总体积与血红蛋白的含量成正比关于沙利氏血色素计的原理，可以使学生自行思考  17 实验五 红细胞比积（比容）的测定 【目的要求］ 学习测定红细胞比容的方法 【基本原理］ 将抗凝血装于分血管（也称分血计 Hematocrit，常用的是 Wintrobe 管）或微量毛细取血管，在一定条件下离心沉淀，由此可测出红细胞占全血体积的百分比，此即红细胞比积（比容）。

此时，管中的血液分为三层上层为淡黄色的透明液体—血浆；中层为极薄一层的呈灰白色的白细胞和血小板，下层为被挤压很紧的暗红色的红细胞 目前临床上应用了微量毛细管比容法也可采用商品化的专用肝素化（抗凝）毛细玻璃管，采血后加热毛细玻璃管两端或以橡皮泥封口，在小型专用的超速离心机上离心5min，转速至少在 10000 r/min，然后在红细胞压积测定板上读出体积百分比也可采用更为先进的电阻抗微量比容法等方法测定红细胞比容 【动物与器材】 家兔、注射器 (2 ml 或 5ml)、离心机（最好采用直角离心机）,Wintrobe 管、细长的滴管、小试管、碘酒棉球,75%酒精棉球、双草酸盐抗凝剂（配制见【附 1】） 【方法与步骤】 1．温氏管（Wincrobe 管） 管长 110 mm，内径约 2.5mm，内径必须均匀，管底平坦管的两侧标有 cm 和 mm分格刻度，右侧数由下而上，最下部为零，最上部为 10；左侧数反之，它们分别供读取比容和血沉用〔下图） 图 10 Wincrobe 管 2．抗凝小试管的制备 吸取双草酸盐抗凝剂 0.2 rnl，置于小试管内，并使该抗凝剂均匀分布于小试管内壁上，烘干备用，此管可扰凝 2 ml 血。

3．采血 采用家兔心脏穿刺法（见【附 2】），用干燥、消毒的注射器抽取血液 2ml，置于已用双草酸盐抗凝的小试管内，充分混匀 4．离心  18 以细长的滴管伸入比容管内，沿管壁将抗凝血液准确加到比容管上端刻度 10 处（自右侧计数），切勿混入气体配平后，按 3 000 r/min,离心 30 min 5．计算红细胞比容 取出比容管直接读数， 若红细胞柱的高度为 45 mm， 则红细胞比容为 45 容积％ 【注意事项】 1．红细胞压积容积管必须清洁干燥 2．应透用不影响扛细胞体积的抗凝剂，故以双草酸盐为好 3．离心条件尽可能恒定 4．防止出现溶血现象（有溶血者血浆呈红色) 【思考题】 1．哪些因素可以影响红细胞比积（比容）？ 2．如何防止溶血？ 3．急性失血 300 ml 后，红细胞比容有何变化？为什么？ 【创新与探索】 设计测定人体红细胞比容的实验 【附 1】 双草酸盐抗凝剂配制： 草酸铵（能沉淀在血凝过程中所必须的 Ca2+，但可使红细胞略膨大） 1.2g 草酸钾（能沉淀在血凝过程中所必须的 Ca2+，同时可使红细胞略缩小） 0.8g 40%甲醛溶液（防止霉菌等微生物生长） 1.0ml 蒸馏水 加至 100 ml 【附 2】 家兔心脏穿刺法采血： 将兔背位固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒或者酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处作穿刺。

一般由胸骨左缘外 3mm 处刺入兔的第 3 肋间隙穿刺时，最好用左手触诊心脏，以作配合当针头接近心脏时，就会感到心脏的跳动，这时需将针头再向里穿刺，便可进入心室由于心脏的搏动，血液会自动进入注射器如认为针头已经进入心脏，但抽不出血液，可把针头稍微退出或前进一些心脏采血经 6-7 天后，可以重复进行采血量：在兔一次可取血液 20-25ml  19 实验六 红细胞的溶解—溶血作用 【目的要求】 1．学习引起红细胞溶解的各种实验方法 2．观察红细胞的溶血现象 【基本原理】 红细胞在高渗氯化钠溶液中，会失去水分发生皱缩；在低渗氯化钠溶液中，会因过多水分进人红细胞而膨胀，甚至破裂．使血红蛋白释出，此即红细胞溶解红细胞对低渗溶液具有不同的抵抗力，这种抵抗力与红细胞表面积／体积比值有关，也即红细胞有不同的渗透脆性，表面积／体积比值小者抵抗力小（渗透脆性大）；反之，抵抗力大（渗透脆性小） 各种有机溶荆、酸、碱等都会使红细胞膜发生溶解或破坏，血红蛋白释出，此即红细胞的化学性溶血 发生溶血后，残留的红细胞膜碎片被称为“血影” 【动物与器材】 家兔、 离心机、 5 ml 试管 （12 支） 、 试管架、 吸耳球、 2ml 吸管、 注射器 （2 ml 或 5 ml)、针头(6 号或 6.5 号）、滴管、0.9％氯化钠溶液、0.1 mol/L 盐酸溶液、0.1 mol/L 氢氧化钠溶液、乙醚或氯仿、3.8％柠檬酸钠溶液、75％酒精棉球、171 mmol/L 氯化钠溶液（配制方法见【附1】）。

【方法与步骤】 方法 1：渗透性溶血—红细胞渗透脆性的测定 (1) 配制不同浓度的低渗氯化钠溶液 取12支试管， 分别按下表加人171 mmol/L 氯化钠溶液和燕馏水 表 1 红细胞渗透脆性实验操作表 试管号 试剂 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 171mmol•L-1 氯化钠溶液/ml 1.7 1.6 1.5 1.4 1.3 1.2 1.1 1.0 0.9 0.8 0.7 0.6 蒸馏水/ml 0.8 0.9 1.0 1.1 1.2 1.3 1.4 1.5 1.6 1.7 1.8 1.9 氯化钠溶液的终浓度/mmol•L-1 116.3 109.4 102.6 95.8 88.9 82.1 75.2 68.4 61.6 54.7 47.9 41 氯化钠溶液的最终百分浓度/% 0.68 0.64 0.60 0.56 0.52 0.48 0.44 0.40 0.36 0.32 0.28 0.24 (2)采用兔耳中央动脉采血法（具体方法见【附 2】）用干燥的注射器及针头静脉取血 1-2ml，立即通过 6 号针头滴人各管中，每管一滴，轻轻摇匀后于室温下静置 2h 后观察各试管之溶血情况。

也可用生理盐水配制 5%红细胞混悬液代替静脉血进行此步实验5%红细胞混悬液制备方法见本实验方法 2 (3）结果判断 从高浓度管开始观察： 不溶血：上层浅黄、透明，下层红色、不透明； 开始溶血：上层红色、透明，下层红色、浑浊而不透明； 完全溶血：全部液体变红且透明  20 方法 2：化学性溶血 (1) 5%红细胞混悬液制备 取兔血 2 ml(方法见实验 3-3)，加人盛有 3.8%柠檬酸钠溶液0.2ml 的离心管中，充分混合，放人离心机中，按 3 000 r/min，离心 5 min取出后，弃去上清液，加人生理盐水，混合后再离心，然后再弃去上清液同法重复一次，即得洗涤之红细胞用生理盐水配成 5％红细胞混悬液 (2）取试管 4 支，各盛 5%兔红细胞混悬液 2.ml，分别加人下列溶液，并观察红细胞在各试管中的溶解现象： 1) 0.9％氯化钠溶液 1.0 ml 2)乙醚或氯仿 0.2ml 3）0.1 mol/L 盐酸溶液 1 ml 4）0.1 mol/L 氢氧化钠溶液 1 ml (3)半小时后，观察并记录各试管溶液溶血情况，注意颜色与透明度。

【注意事项】 1．试管编号排列顺序切勿弄错、颠倒 2．在进行渗透性溶血—红细胞渗透脆性的测定时， 要求所吸氯化钠溶液和蒸馏水的量要准确、无误 3．加人血液后，轻轻摇匀溶液，切勿剧烈振荡 4．应在光线明亮处观族结果．必要时吸取试管底部悬液一滴，在显微镜下观察 【思考题】 1．为什么在获取活细胞进行细胞培养的科研实验或在医学临床上需用各种生理盐水溶液？ 2．产生渗透性溶血和化学性溶血的机制有什么不同？ 3．如何判定红细胞最大脆性和最小脆性？ 4．红细胞温育渗透脆性实验的基本原理是什么？有什么意义？ 【创新与探索】 试设汁一个仅借光学显微镜区分等渗溶液和等张溶液的实验方法 【附 1】 171mmol／L 氯化钠溶液的制备： 氯化钠 1.0 g 蒸馏水 1000 ml 【附 2】 兔耳中央动脉采血法： 将兔置于兔固定箱内，用酒精棉球擦揉兔耳片刻，使其充血在兔耳中央有一条纵行、较粗、颜色鲜红的中央动脉用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿动脉平行地沿向心方向刺入动脉，轻轻抽动针筒，即可见血液进入注射器一次可采血约 15ml（采血后应注意止血）采血一般使用 6 号针头，不可太细。

需要注意的是，兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此，采血前必须使兔耳充血当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即进行抽血，时间过长，动脉会发生较长时间的收缩，采血难以进行  21 实验七 白细胞机能的实验观察 【目的要求】 1．学习观察白细胞机能的方法 2．观察白细胞运动机能与吞噬功能 【基本原理】 白细胞的主要机能之一是变形运动与吞噬活动白细胞通过变形运动，从毛细血管壁进人 组织液并吞噬浸人机体的细菌和异物等．以达到对机体的防御与保护作用 【动物与器材】 蛙或蟾蜍、普通显微镜或倒置显微镜、注射器与针头、凹槽载玻片、盖玻片、移液管、棉球、任氏液、墨汁（深蓝色墨水或含有洋红的生理溶液） 【方法与步骤】 1．白细胞变形运动的观察 在蟾蜍或蛙躯体的一侧皮肤剪开一个小口，将移液管的下口插人皮肤的剪口内，深深地插人皮下淋巴囊（如后背部的后淋巴囊）中，吸取足量的淋巴液，然后将移液管中的淋巴液滴一小滴于盖玻片上，再将盖玻片翻转置干载玻片的凹槽中，使淋巴掖形成悬垂状的液滴 将带有悬垂淋巴液滴的载玻片置于显微镜下进行观察可以看到淋巴液中的白细胞进行缓慢的变形运动。

因其变形运动十分缓慢，故观察者可以在显微镜下绘出白细胞变形运动的图形如果将带有淋巴液悬垂滴的载玻片靠近电灯泡，由于电灯泡释放的热量影响淋巴液悬垂滴中的细胞，可使其中的白细胞的变形运动明显加快 2．白细胞吞噬运动的观察 在进行实验的前一天，向蟾蜍或蛙的背部淋巴囊注人 0.4～0.5 ml 墨汁〔也可用深蓝色墨水成含有洋红的生理盐水溶液）注射后，蛙或蟾蜍机体会发生防御反应，其主要反应之一是白细胞吞噬染料颗粒 在第二天进行实验时，可用带有针头的注射器从蟾蜍或蛙的淋巴液中抽出一些淋巴液，将抽出的淋巴液滴一小滴于载玻片上，然后将此载玻片放在显微镜下，观察淋巴液中白细胞的形态可观察到淋巴液中的白细胞吞噬染料颗粒的现象 如果将此淋巴液涂片经甲醇固定，亚甲蓝染色，则被吞噬到白细胞胞内的染料小颗粒会显得更加明显 【思考题】 1．白细胞的变形运动与吞噬功能有什么生理意义？ 2．患急性细菌性炎症时，中性粒细胞数量为什么增多？ 【创新与探索】 根据白细胞变形运动与吞噬功能的原理，试想出用其他动物的血液观察白细胞变形运动与吞噬功能的实验方法  22 实验八 鱼心期前收缩和代偿间歇 【目的要求】 观察心脏对额外刺激的反应，了解心肌在兴奋过程中兴奋性的周期性变化，掌握心脏活动的描记方法。

【基本原理】 心肌细胞每发生一次兴奋后，其兴奋性会发生一系列的周期性变化其特点是具有较长的不应期，有效不应期几乎相当于整个收缩期，在此期间给心肌以任何强度的刺激都不会引起心肌收缩而在相对不应期内（舒张期）正常节律性兴奋到达之前，给心脏一次阈上刺激，可引起一次期前（外）收缩期前收缩也有不应期，因此，当正常节律性兴奋（起自静脉窦）传到心室时，正好落在期前收缩的有效不应期内，也不能引起心室兴奋和收缩这样，在期前收缩之后就会出现一个较长时间的间歇期，称为代偿间歇 【动物与器材】 乌鳢或黄鳝等常规手术器械一套，蛙心夹，SuperLab 生理信号记录系统，换能器蛙板、铁架台，普通电极、淡水鱼心脏生理溶液（如任氏液），丝线，棉球 【方法与步骤】 1．横断脊髓，暴露心脏取鱼一条，横断脊髓后，仰卧固定于蛙板上，暴露心脏； 2．连接（本实验是在体实验，注意不要游离心脏）用连线的蛙心夹在心舒期夹住心尖，并将线连换能器受力点上然后按图装好仪器 将普通电极安放在心室外壁上，用支架固定，使之既不影响心搏又与心室壁密切接触 3．对照取适当记录速度与灵敏度（增益），描述正常心搏曲线作为对照 4．处理调整刺激强度，选择刚能引起心脏发生期前收缩的刺激强度，然后分别在心室收缩和舒张期给与单个刺激，观察心搏曲线有何变化，注意是否出现期前收缩和代偿间歇。

【注意事项】 1．暴露心脏和用蛙心夹夹心过程中，避免心脏出血； 2．在连接换能器时，棉线要保持适合的紧张度，并且与换能器的弹片成一适宜的角度 3．每次刺激后，必须等待心搏恢复正常后，再给与下一此刺激； 4．经常用生理溶液浸润心脏，以防干燥 作业：综述实验结果，进行分析讨论  23 实验九 蛙类离体心脏灌流 【目的要求】 1．学习斯氏或八木氏离体蛙心灌流法 2．了解心肌的生理特性 3．观察 Na+、K+、Ca2+及肾上腺素(Adr)、乙酰胆碱(Ach)等'对离体心脏活动的影响 【基本原理】 心肌具有白动节律性收缩的特性，可用人工灌流的方法，研究心脏活动的规律及特点；还可观察灌流液成分的改变对离体心脏活动的影响 【动物与器材】 蛙或蟾蜍、蛙心套管（斯氏套管或八木氏套管）、套管夹、支架、双凹夹、滑轮、烧杯、常用手术器械、蛙板（或蜡盘）、蛙心夹、计算机采集系统、张力传感器、、滴管、培养皿（或小烧杯）、污物缸、纱布、棉线、橡皮泥、任氏液、 0.65%NaCl、5 % NaCl、2% CaCl2、1%KCl、1：5000 肾上腺素、1:10 000 乙酸胆碱、300U／ml 肝素。

【方法与步骤】 1．仪器准备 打开术计算机采集系统，接通张力传感器输人通道从显示器的“设置”菜单，弹出“设计实验标记”对话框，选择“蛙心灌流”后，再从“实验项目”的“循环实验”中，选定“蛙心灌流”实验（用以标记实验）所用仪器若无此设置，可以用通用标记作实验标记 2．离体蛙心的制备 制备离体蛙心的方法有两种 （1)斯氏蛙心插管法 取一只蛙或蟾蜍，按如下方法暴露心脏：取蟾蜍（或蛙）一只，双毁髓（毁髓要彻底）后背位置于蛙板上（或蜡盘内）一手持手术镊提起胸骨后方的皮肤，另一手持金冠剪剪开一个小口，然后将剪刀由开口处伸入皮下，向左、右两侧下颌角方向剪开皮肤将皮肤掀向头端，再用手术镊提起胸骨后方的腹肌，在腹肌上剪一口，将金冠剪紧贴体壁向前伸入（勿伤及心脏和血管），并沿皮肤切口方向剪开体壁，剪断左右乌喙骨和锁骨，使创口成一倒三角形一手持眼科镊，提起心包膜，另一手用眼科剪剪开心包膜，暴露心脏仔细识别心脏周围的大血管（参见下图） 图 11 蟾蜍心脏腹面观  24 图 12 蟾蜍心脏背面观 在左主动脉下方穿一线，于动脉圆锥处结扎（动物个体小时，结扎位置可靠上些）再从左右两主动脉下方穿一线，并打一活结备用。

左手提起主动脉上的结扎线，右手用眼科剪在结扎线下方、沿向心方向将动脉上壁剪一斜口选择大小适宜的蛙心套管，然后将盛有少量（套管内 2-3 cm 高度）任氏液（内加人一滴肝素溶液）的斯氏蛙心套管，由开口处插人动脉圆锥（下图） 图 13 斯氏蛙心插管法  25 当套管尖端到达动脉圆锥基部时，应将套管稍稍后退，使尖端向动脉圆锥的背部后下方及心尖方向推进，经主动脉瓣插人心室腔内（于心室收缩时插入，但不可插得过深，以免心室壁堵住套管下口）此时可见套管中血液冲人套管，并使液面随心脏搏动而上下移动，表明操作成功（否则需退回并重新插人）用滴管吸去套管中的血液，更换新鲜任氏液稳定住套管后，轻轻提起备用线，将左、右主动脉连同插入的套管用双结扎紧（不得漏液），再将结线固定在套管的小玻璃钩上，然后剪断结扎线上方的血管轻轻提起套管和心脏，看清静脉窦的位置，于静脉窦下方剪断有牵连的组织，仅保留静脉窦与心脏的联系，使心脏离体（切勿损伤静脉窦）用任氏液反复冲洗心室内余血，使套管内灌流液不再有残留血液保待套管内液面高度一致（1.5-2 cm），即可进行实验 (2)八木氏蛙心插管法 同上法暴露蟾蜍或蛙的心脏，于左主动脉下方穿一线，再用蛙心夹夹住心尖，使心脏轻轻吊起，将线向后绕过左、右前腔静脉，左、右肺静脉及右主动脉支，并于结扎后剪断（也可分别结扎）。

将心脏翻向头端，用线结扎右肝静脉及后腔静脉（勿伤静脉窦）并剪断再于左肝静脉下方穿一线，并打一活结备用用眼科剪沿向心方向剪一斜口，将装有灌流液的八木氏静脉套管从开口处插人肝静脉〔尖端勿伤静脉窦，若套管插人静脉，则心脏的颜色变浅），此时可继续加人灌流液，将心脏内余血冲洗干净，然后扎紧静脉套管再于左主动脉下方穿一线，先用眼科剪将动脉剪一小口，将动脉套管沿向心方向插人动脉（尖端不深人动脉圆锥），此时可见套管中有灌流液流出，随即扎紧套管，剪断左主动脉及左肝静脉，使心脏完全离体将套管稳妥地固定在灌流支架上，调节两个套管的方向，当灌流液在心缩时能畅通地从动脉套管流出并回至静脉套管时，即可进行实验（下图） 图 14 八木氏插管装置 3．将插好离体心脏的套管固定在支架上，用蛙心夹夹住少许心尖部肌肉（不可夹得过多，以免因夹破心室而漏液）再将蛙心夹上的系线绕过一个滑轮与张力传感器相连（连接传感器 26 的方法与斯氏蛙心插管法相同)注意：勿使灌流液滴到传感器上调节显示器上心脏收缩曲线的幅度适中 4．实验观察 （1)记录正常心搏曲线 (2)改用 0.65 % NaCl 溶液灌流，并作好加药标记，观察心搏变化。

待曲线出现明显变化时，立即吸去套管中的灌流液．同时做好冲洗标记，并用新鲜任氏液清洗 2-3 次，待心搏恢复正常 注意： 换液时切勿碰套管， 以免影响描记曲线的基线， 同时保持灌流液面一致 （以下同） (3)向套管内加 2-6 滴 5 % NaCl(较细的套管需少加）溶液，作好加药记号，观察心搏曲线的频率及振幅变化当曲线出现明显变化时，应立即吸去套管中的灌流液，并做好冲洗标记，迅速用新鲜任氏液清洗 2-3 次，待心搏恢复正常 (4）同法向套管内加人 1 一 3 滴 2 % CaCl2溶液，观察并记录心搏曲线的变化当出现明显变化时，立即更换任氏液，待心搏恢复正常（如果恢复迟缓，可多次冲洗） (5）向套管中加 1-2 滴 1 % KCI 溶液，记录心搏曲线的变化当心搏曲线变化时，同法更换灌流液，待心搏恢复正常 (6)同法记录套管中加人 1-2 滴的肾上腺素溶液(1：5 000)后心搏曲线的变化 (7)同法记录套管中加人 1-2 滴乙酰胆碱溶液（1：10 000)后心搏曲线的变化 5．整理记录（下图)，并将测量的心搏曲线数据填人下表 图 15 改变灌流液成分对蟾蜍离体心脏机械活动的影响（上升支为收缩）  27 表 2 改变灌流液成分对蟾蜍离体心脏活动的影响 实验项目 心率/次•min-1 振幅/min 基线变化 其他 对照 0.65% NaCl 给药 恢复 对照 5% NaCl 给药 恢复 对照 2% CaCl2 给药 恢复 对照 1% KCl 给药 恢复 对照 Adr 给药 恢复 对照 ACh 给药 恢复 【思考题】 1．本实验说明心肌的哪些生理特性？ 2．用实验说明内环境相对恒定的重要意义。

3．试分析任氏液中适量的钠离子、钙离子与钾离子对心肌的作用 4．为何强调实验中保持灌流液面的恒定？灌流量对心脏活动会有什么影响？ 5．试想，活的机体在心交感神经兴奋或心迷走神经兴奋时对心脏会有什么影响？ 【创新与探索】 1．试设计一个新的更简单的离体心脏插管方法 2．设想一个兔心离体灌流的方法 3．设计一个实验，用于了解某种药物对心房肌收缩力与节律的影响  28 实验十 蛙类心脏的神经支配 【目的要求】 1．了解蛙或蟾蜍心脏的神经支配 2．观察迷走交感神经干对心脏活动的影响 【基本原理】 蛙和蟾蜍的心脏受迷走神经和心交感神经的双重支配它们的迷走神经和颈交感神经混合成一个神经干，称迷走交感神经干（下图）在正常情况下，迷走神经兴奋时，心脏搏动减弱减慢；交感神经兴奋时，心脏搏动增强加快由于迷走神经的兴奋性较高，因而低频、低强度电刺激迷走交感干时，多产生迷走效应；高频、高强度刺激时，易产生交感效应书中等频率和强度的刺橄往往表现为先迷走后交感的双重效应若在心脏处滴加阿 托品．可封闭迷走神经对心脏的影响，而表现为单纯的文感效应 【动物与器材】 蟾蜍或蛙、常用手术器械、蛙板、蜡盘、蛙心夹、张力传感器、计算机采集系统、保护电极、任氏液、1％阿托品。

【方法与步骤】 1． 取蟾蜍或蛙一只， 双毁髓后背位固定在蛙板或蜡盘上 在一侧下颌角与前肢之间剪开皮肤，分离深部的结缔组织后．可以看到一条长形的提肩胛肌，切断此肌即能看到一血管神经束，其中含有皮动脉、颈静脉和迷走交感神经干（下图），该神经干中包含出入延髓的迷走神经和从第 4 交感神经节发出的交感神经分开血管神经束，用玻璃分针提起迷走交感干，穿线备用 图 16 蛙类迷走交感神经干走行示意图 2．自剑突剪开胸骨柄，暴露心脏，剪开心包膜，用蛙心夹夹住心尖，连接张力传感器，将保护电极仔细地安放在迷走交感神经干上 3．开启什算机采集系统，调节扫描速度，描记一段正常心搏曲线，然后用连续脉冲刺激迷走交感神经干 10s，观察和记录心搏活动的变化 4．在静脉窦和心房部位加 I%阿托品溶液 2-3 滴5 min 后，再用原刺激强度刺激神经干，现察并记录心搏活动的交化这时由于阿托品封闭迷走神经对心脏的作用，迷走效应不会出现，而表现单纯的交感效应 【注意事项】 1．神经周围的组织液需用棉球吸干，以防短路或电流扩散 2．每次刺激的时间不能过长，两次刺激之间必须间隔3-5 min，以防损伤神经 3．须常用任氏液湿润神经和心脏，以防组织干燥而失去生理机能。

 29 4．交感神经和迷走神经的效应往往随季节、气温和动物个体而变化，在实脸过程中需灵活掌握 【思考题】 刺激迷走交感神经干时，为什么只显示出迷走效应？在心脏滴加阿托品，心搏为什么会发生改变？分析其作用机制 【创新与探索】 试设计实脸，观察单纯刺激心迷走神经或心交感神经的效应  30 实验十一 蛙肾小球血流的观察 【目的要求】观察和掌握肾小球血流的特点，理解这些特点的生理意义 【基本原理】 人球小动脉进人肾小囊内后，分成许多毛细血管袢，组成肾小球，毛细血管再汇合成出球小动脉离开肾小球这样的结构使毛细血管网有较高的血压和较大的表面积，以利于血浆的滤过 【动物与器材】 蟾蜍（或青蛙）、显微镜（带有较强光源〕、循环板、脱脂棉、蛙类手术器械 【实验方法和步骤】 1．毁蟾蜍的脑和脊髓，背位放置于循环板上 2．偏离腹部正中线一侧 1cm 处剖开腹腔，前至腋下，后至耻骨联合处，两端作横切，剪去该侧脊柱旁的腹壁皮肤和肌肉，用棉球把内脏推向对侧。

3．将蛙置于循环板的圆孔上，蛙体约遮住孔的 1/3～1/2，用眼科镊小心提起与肾脏相连的腹膜，如为雌蛙可将输卵管一并提出，用大头针将其固定在圆孔的周围（大斗针应以 45º角插在圆孔边缘．以便放人物镜观察），固定蛙的四肢用脱脂棉将蛙板底部揩净，再用镊子将肾脏底面的腹膜去掉、将蛙板置于显微镜载物台上进行观察 4．用低倍镜观察肾小球的形态以及血液的流动 【注息事项】 1． 与蟾蜍或蛙肾脏相连的腹膜分为壁层和脏层， 脏层与肾脏相连 小心将腹膜壁层去掉，切勿将脏层弄破 2．本实验以个休较小的雄蛙容易观察 3．如冬季天气较冷，可先将蟾蜍在温水中（30℃）浸泡半小时，促进其血液循环 4．蟾蜍或蛙的肾脏的边缘有一大血管通过，到肾脏前端开始分叉，所以在肾脏前端更容易观察到肾小球血流情况 【讨论题】 1．简述肾小球的结构 2．肾小球的结构是如何适应其功能的？  31 实验十二 迷走神经对鱼胃运动的影响 【目的要求】 学习用急性实验在体方法观察迷走神经对鱼胃运动的调节，了解植物性神经系统支配的效应器的一些特点，学习辨认迷走神经 【基本原理】 胃是内脏器官之一，其机能受植物性神经的调节和支配，刺激迷走神经可以引起这些机能的改变。

【动物与器材】 乌鳢，换能器，SuperLab 生理信号记录系统，铁架台，保护电极，蛙心夹，蛙板，常规手术器械，淡水鱼用代体液（如任氏液），丝线、棉球 【方法与步骤】 1．暴露胃部 取一实验鱼，在颅骨稍下处用探针划断脊髓，鱼腹面朝上固定在蛙板上，从肛门起沿中线剪开腹部，前至与胸鳍成一直线；在从肛门起右斜向前剪至胸鳍，剪去这块三角形肌肉拨动肝脏，暴露出胃部，使胃与周围组织游离，但切勿游离分布在胃表面的迷走神经 2．用保护电极钩住胃迷走神经干 迷走神经约在胸鳍底与食道并行走向胃找出迷走神经基部进行游离，用保护电极钩住进入胃之前的神经干，电极与刺激输出线相连若左侧胃迷走神经干在游离时不小心被弄断，可采用右侧迷走神经 3．用蛙心夹夹住胃末端，蛙心夹的丝线与换能器相连 4．观察项目 （1） 胃自发收缩（观察 3～5 分钟，若不出现则观察下一项）； （2） 刺激强度 5V，用单刺激刺激迷走神经 1～2 次能否引起胃收缩？此结果与坐骨神经腓肠肌实验比较可得到什么结论？ （3） 固定强度为 5V，刺激频率为 50hz，用“连续”档分别刺激 2s、10s,比较胃收缩曲线幅度的改变 （4） 固定强度为 5V，刺激时间为 10s，分别用 10hz、50hz 的频率刺激神经，比较胃收缩曲线幅度的改变。

（5） 在上一项基础上，设置刺激强度为 1V，观察刺激强度由大到小对胃收缩曲线的影响 【注意事项】 1．操作要细心，不要损伤迷走神经；不要损伤迷走神经与胃的联系； 2．注意经常用代体液湿润神经和胃，用自来水湿润鳃和体表； 3．刺激完一次，应休息两分钟，再行刺激； 4．在连接换能器时，棉线要保持适合的紧张度，并且与换能器的弹片成一适宜的角度 作业：综述试验结果，与骨骼肌的收缩性能进行比较性分析讨论  32 附：SuperLab生理信号记录系统在本实验中的应用 一、步骤 1．连接标本和设备； 2．选择张力通道； 3．设置速度、增益等参数； 4．刺激参数设置（每一项实验前都需要学生自行设置刺激参数）； 5．刺激并测定 二、试验的名称 1．胃自发收缩 2．单刺 3．50hz,5V,2s 4．50hz,5V,10s 5．10hz,5V,10s 6．50hz,1V,10s 7．10hz,1V,10s 三、刺激参数设置（供参考） 1．胃自发收缩：直接测定，无需设置； 2．单刺： 模式：单脉冲 波宽：2ms； 刺激强度：5V； 3．50hz,5V,2s： 模式：主周期 波宽：2ms； 刺激强度：5V； 刺激间隔：20ms； 刺激个数：50 串数：2 4．50hz,5V,10s 串数：10，其余同上。

5．10hz,5V,10s 模式：主周期 波宽：2ms； 刺激强度：5V； 刺激间隔：100ms； 刺激个数：10 串数：10 6．50hz,1V,10s 模式：主周期 波宽：2ms； 刺激强度：1V； 刺激间隔：20ms； 刺激个数：50 串数：10 7．10hz,1V,10s 模式：主周期  33 波宽：2ms； 刺激强度：1V； 刺激间隔：100ms； 刺激个数：10 串数：10 注意：3～5 项刺激模式这里均为主周期；刺激模式也可以为串刺激（串脉冲），但是刺激个数（脉冲个数）和串数应另外设置这里只列出当刺激模式为主周期的设置方法无论采用哪种模式，刺激持续时间不会自动确定（大约到 60s 才会自动停止刺激），时间结束必须手动停止即使如此，在主周期模式下，必须设置串数；而在串脉冲模式下，必须设置脉冲个数，否则系统都会禁止刺激 四、其它 延时 5ms，速度 10000：1；灵敏度 4  34 实验十三 鱼类肾小管的主动运输 【目的要求】 了解鱼类肾小管主动运输的特点，掌握观察肾小管主动运输的实验方法 【基本原理】 物质进入细胞或通过膜的方式之一是主动运输，使物质从低浓度部位向高浓度部位运动（即递浓度梯度）。

本实验采用染色剂，使肾小管的颜色比周围的颜色深，从而证明染色剂被肾小管细胞主动转运 【动物与器材】 1．实验鱼 淡水的鲤、鲫或海水的比目鱼均可脊椎动物的肾小管只在近球小管能显示染色剂的主动运输因此，最适宜选用海水鱼类，因为它们的肾小管主要由近球小管组成金鱼的肾小管，其中约 10%的长度为近球小管，能够运输酚红实验鱼在使用前 2-3 天不投喂，这样能较好的显示染色剂的主动运输 2．仪器 解剖刀，解剖煎，解剖针，解剖盘，显微镜，滴管，凹玻片，培养皿 3．试剂 1）生理盐溶液 NaCl 5.8 克（淡水鱼）或 7.8 克（海水鱼） KCl 0.19 CaCl2.2H2O 0.22 MgCl2.6H2O 0.20 NaHCO3 1.26 NaH2PO4. H2O 0.07 蒸馏水 1000 毫升 2）基本吸收介质 在生理盐溶液中，每 100 毫升加入 2.5 毫克氯苯酚红 3）低浓度的吸收介质 在生理盐溶液中，每 100 毫升加入 1.0 毫克氯苯酚红 4）缺钙的介质 在基本吸收介质中不含 CaCl2.2H2O。

5）缺钾的介质  35 在基本吸收介质中不含 KCl 【方法与步骤】 1．肾小管碎片的制备 将鱼的腹腔打开，迅速取出肾脏，放在盛有生理盐溶液的培养皿内生理盐溶液需预先充气和预冷用解剖剪将肾脏剪成小片， 再用解剖针将肾脏小片撕成宽度小于1 毫米的碎片 2． 将少量肾小管碎片（2-3 片）放在凹玻片的凹穴内，上面用盖玻片压住按同样方法做成5 份 3．观察肾小管对染色剂的运输 分别取 2-3 滴下列溶液置于凹玻片的凹穴内，在玻片上编号并记录加入溶液的时间 （1）生理盐溶液 （2）基本吸收介质 （3）低浓度的吸收介质 （4）缺钙的介质 （5）缺钾的介质 注意防止玻片上水分的蒸发，这样可维持肾小管碎片存活数小时每隔 5，10，20，30，45，60 分钟进行显微镜观察，检查肾小管碎片对染色剂的吸收情况通常在 5 分钟开始有染色剂积累，30-60 分钟到达吸收高峰持续观察 60 分钟后停止实验 4．结果记录 表 3 肾小管对不同介质的主动运输情况 试验溶液 试验开始后的时间（分钟） 5 10 20 30 45 60 生理盐溶液 基本吸收介质 低浓度的吸收介质 缺钙的介质 缺钾的介质 用+号的多少表示染色剂在肾小管内的积累情况，+表示最少，++++表示最多。

 36 实验十四 胰岛素致低血糖效应 【目的要求】 了解胰岛素调节血糖水平的机能 【基本原理】 胰岛素是调节机体血糖的激素之一，当体内胰岛素含量增高时，便引起血糖下降，动物出现惊厥现象 方法（一） 【动物与器材】 小白鼠(6 只）lml 注射器、鼠笼、胰岛素溶液（2U/ml）、50％葡萄糖溶液、酸性生理盐水 【方法与步骤】 1．取 6 只小白鼠称重后，分实验组 4 只和对照组 2 只 2．给实验组动物腹腔注射胰岛素溶液（0. 1m1/10g 体重） 3．给对照组动物腹腔注射等量的酸性生理盐水 4．将两组动物都放在 30-37℃的环境中，并记下时间，注意观察并比较两组动物的神态、姿势及活动情况 5．当实验动物出现角弓反张、乱滚等惊厥反应时，记下时间，并立即给其中 2 只皮下注射葡萄糖溶液（0.1ml/10g 体重），另 2 只不予抢救 6．比较对照组动物、注射葡萄糖的动物以及出现惊厥而未经抢救的动物的活动情况，并分析所得的结果 【注意事项】 1．动物在实验前必须饥饿18-24h 2． 一定要用 pH2.5-3.5 的酸性生理盐水配制胰岛素溶液， 因为胰岛素在酸性环境中才有效应。

3．酸性生理盐水的配制：将 10ml 0.1mol/L HCl 加入 300ml 生理盐水中，调整其 pH 值在2.5-3.5，如果偏碱，可加入同样浓度的盐酸调整 4．注射胰岛素的动物最好放在 30-37℃的环境中保温，夏天可为室温，冬天则应高些，可到36-37℃因温度过低，反应出现缓慢 方法（二） 【动物与器材】 金鱼、胰岛素（2U/ml）、10%葡萄糖溶液、500ml 烧杯（2 个）、500ml 量筒 【方法与步骤】 1．准备两只烧杯分别做 A 和 B 记号，A 烧杯中加入 200ml 水及 0.5ml 胰岛素，B 烧杯中加入200ml 10%葡萄糖溶液 2．把一金鱼放入 A 烧杯中，胰岛素通过鱼鳃的毛细血管循环扩散入血液，仔细地观察金鱼的行为，记录金鱼出现昏迷所需的时间，并观察金鱼出现昏迷时的活动 3．当金鱼出现昏迷后，小心地转放入烧杯 B 中观察金鱼发生的变化，并记录金鱼恢复活动所需的时间 【思考题】 1．正常机体内胰岛素如何调节血糖水平？ 2．试分析糖尿病产生的原因及治疗方法 【创新与探索】 1．设计实验，研究胰岛素调节血糖的机制，有哪些组织器官参与到血糖调节中？ 2．设计实验，观察动物胰腺的功能。

 37 实验十五 抗利尿激素（ADH）对蟾蜍膀胱水转运的影响 【目的要求】 了解抗利尿激素调节水平衡的机能 【基本原理】 抗利尿激素 （ADH） 的主要生理作用是改变某些膜结构对水的通透性 在哺乳动物， ADH增加远曲小管和集合管对水的通透性，促进水的重吸收，从而减少尿量在蟾蜍，ADH 对膀胱具有促进水分重吸收的效应，以及促进皮肤从周圈环境吸收水分离体情况下，当膀胱内容物渗透压低于周围环境的渗透压时，在 ADH 作用下，水由膀胱净移出 【动物与器材】 蟾蜍、特制带塞的塑料管、50ml 烧杯、蛙类手术器械、滤纸、1ml 及 5m1 注射胜、天平、氧气胆（或球胆）、O2（最好为 95%+5%CO2混合气体）、任氏液 【方法与步骤】 I．准备两根硬质塑料管（聚乙烯管，内径 5mm，长约 6 ～ 7cm)，一端加热后，加压使之端口管壁略向外翻（或缠 Parafilm 胶带） 2．毁蟾蜍脑和脊髓，背位固定沿腹正中线打开腹腔，于下腹部可见一薄膜状膀胱，分左右两叶，其中充满淡黄色或无色清亮的尿液轻轻向下压迫两侧腹壁，膀胱即脱出腹腔垂于腹壁外用任氏液将膀肌周围冲洗干净后，在左右两叶膀胱下各穿一线，打一松的活线套。

将此线套尽量推向腹腔深部套腹腔侧的膀胱壁上作一切口，用眼科镊提起切口，将塑料管擂人 0.5cm 左右，结扎膀肌另一叶作同样操作然后提起塑料管，在两叶膀胱中间部分切开，将它们与后腹壁附着部分离断、就作成了两个与塑料管相连的囊状膀胱标本 3．将膀胱内的尿液倒出或用针头套有细塑料管的注射器吸出，用任氏液充分清洗 2- 3次，完全排空膀胱 4．向膀胱标本内灌人用燕馏水稀释 10 倍的任氏液封闭塑料管口用滤纸吸干膀胱标本外的任氏液，膀胱标本连同其内容物一起称重 5．用 50ml 烧杯装 20～30ml 任氏液，将标本浸人任氏液中，固定标本，溶液充分通 O2每隔 15min 将标本取出，吸干外面的溶准，称重测试 30- 45min 6．向烧杯中任氏液加人 ADH 1.5～30μ（使溶液中 ADH 浓度到达 50～100mμ/ml )，再进行同上的测定 用重量（mg）为纵坐标，时间为横坐标作图，可见单位时标本和其内容物总重是的减轻也可用两个标本中的一个作对照实验 7．用 l/1， 1/2，1/5，1/10 等不同稀释度的任氏液置换膀胱标本内溶液，来研究膀胱内外的渗透压梯度（以毫渗摩尔，mOsmole 为单位）与水转移量的关系。

每个浓度条件下测定两次，每次 15min 8．换一标本，将 ADH 注人膀胱内（ADH 作用于粘膜面〕，进行水转运实验，与以上实验(ADH 作用于浆膜面）比较 9．用 CAMP（1mmol/L）或茶碱（lmmol/L）代替 ADH，加人膀胱外溶液中作实验．其作用类似 ADH 膀胱外溶液中加人氰化钾（1mmol/L）或一碘醋酸（0.5mmol/L）或 2，4 一二硝基苯酚（1mmo1/L），可抑制 ADH 增加水通透性的作用 【注息事项】 1．作膀胱标本时，注意保留膀胱内的尿液，以免膀胱收缩，不利插管 2．水转运为耗能过程，实验过程中，标本需要充分供氧任氏液中最好通 95％O2＋5％CO2混合气体 【讨论题】 1．ADH 增加膀胱水转运的作用机制是什么？ 2．正常情况下，机体内 ADH 的生理作用是什么？ 3．ADH 作用时，细胞内的生物化学过程是怎样的？  38 实验十六 腺垂体激素对蛙体色和生殖的影响 【目的要求】 掌握促黄体素释放素类似物（LHRH-A）和人绒毛膜促性腺激素（HCG）引起蛙排精的机理；掌握垂体中与体色有关的褪黑激素的生理作用，学习口腔内摘除脑垂体的方法 【基本原理】 LHRH-A 和 HCG 经体内注射后都可引起蛙 （或蟾蜍） 排精。

但两者的作用机理不同 HCG可直接作用于精巢引起排精，但 LHRH-A 必须通过垂体释放 GTH，从而间接引起排精腺垂体分泌促黑激素，故去除垂体将导致蛙体色变淡 【动物与器材】 每组用成熟雄蛙 4 只LHRH-A、HCG，2ml 注射器，细玻璃滴管、小烧杯、0.65％生理盐水或任氏液，常规手术器械一套、蛙板、纱布、大头针，图订，纱布、布条、光学显微镜、载玻片 【方法与步骤】 1． 每组选择 4 只颜色深浅相似的成体雄蛙， 用滴管分别插入泄殖腔， 管口先向下， 再稍向上，即可插入，深度 0.5～1cm，然后轻轻前后移动吸取尿液，滴一滴于载波片上，用低倍显微镜检查是否有精子存在，尿液中无精子的雄蛙方可用于本实验，并编号号（如泄殖腔中无尿液，可先用滴管注入少量生理盐水或任氏液后再吸） 2．取 2 只经预检正常的蛙， 1 只从背部皮下注入 HCG200 ～300 国际单位（I.U.），另一支注射 LHRH-A10～20μg注射后的蛙，置于室温下 1.5～2 小时后，用与预检相同的方法吸出尿液在低倍显微镜下检查，是否发现精子？蛙精子头部棒状，头尖，有一鞭毛状细尾初吸出的精子具前进运动或左右摆动，稍过些时间不活动。

3．另取经预检正常的蛙 2 只，先进行口腔手术摘除垂体，左手打开蛙口腔，右手用剪刀（或解剖刀）沿中线剪（切）开上颚粘膜，剪开（切口）部位在眼球稍下方的左、右耳咽管孔连线的中央处（见下图）并将粘膜向两侧拉开，暴露头骨，可见副蝶骨形如短剑状，剑尖指向蛙前方，剑柄在后方小心地用剪刀尖和镊子将副蝶骨除去，直径约 3mm，垂体就埋藏在副蝶骨的剑尖与剑柄交界处，通过缺口，可看到位于视交叉下一粉红色扁圆形体即为垂体，其一部分被漏斗所遮盖，用针挑开硬膜，用小镊子将垂体夹出，由于脑内压较高，有时垂体被自动挤出伤口不必缝合，若有出血，则应止血 图 17 垂体切除部位示意图  39 将摘除垂体的蛙，1 只注射 HCG，另一只注射 LHRH-A，剂量同前1.5～2 小时后，取蛙尿液镜检，与前面不摘除垂体的实验结果作以下两点比较：是否有精子出现？注意观察皮肤颜色有何变化？为什么？ 【注意事项】 1．判定成体雄蛙和雌蛙在外形上最明显差异有以下三点：雄蛙体小，雌蛙体较大；雄蛙下颌外两侧有外鸣囊，其颜色较暗，雌蛙无外鸣囊，不会叫；雄蛙在生殖季节，前肢拇指基部内侧具婚瘤，雌蛙无婚瘤 2．取尿液用的滴管管口应光滑，以免损伤组织 3．泄殖腔内有原生动物，观察时应与精子区别； 4．注意做好标记。

 40 附录 常用生理溶液的配制 自 1986 年任氏溶液(Ringer solution)问世以后，许多生理学者以此为基础，进行研究、调整和改良，翻备出多种动物的多种组织器官的生理溶液为了较长时间地维持离体组织器官的正常生命活动，作为代替体液的生理溶液，必须且备 4 个条件：①应含有该组织器官维特正常机能所需的各类盐离子，并且有适当的比例；②渗透压应与该动物组织液相等；③酸碱度应与该动物血浆的相同，并具有充分的缓冲能力；④应含有足够的 O2与营养物质 在生理学实验中，常用的生理溶液有生理盐、任氏（Ringer）液、洛氏（locke）液及台氏（Tyrode）液其成分如下表 常用生理溶液成分表* 成分 任氏液 两栖类用 洛氏液 哺乳类用 台氏液 哺乳类用 生理盐水 两栖类 哺乳类 NaCl 6.5 9.0 8.0 6.5－7.0 9.0 KCl 0.14 0.42 0.2 － － CaCl2 0.12 0.24 0.2 － － NaHCO3 0.20 0.1－0.3 1.0 － － NaHPO4 0.01 － 0.05 － － MgCl2 － － 0.1 － － 葡萄糖 2.0 1.0－2.5 1.0 － － 蒸馏水 均加至 1000ml *表内各药物均以 g 为单位 生理溶液的配制方法：一般先将各成分分别配制成一定浓度的母液（下表），而后依表中所示容量混合，需要注意的是，CaCl2应在其他母液混合并加人蒸馏水后，再边搅拌边逐滴加人，以防钙盐沉淀生成。

另外，葡萄糖应在用前临时加人，否侧不宜久置 配制生理溶液所需的母液及其容量 成分 母液浓度/％ 任氏液 洛氏液 台氏液 NaCl 20 32.5 45.0 40.0 KCl 10 1.4 4.2 2.0 CaCl2 10 1.2 2.4 2.0 NaHPO4 1 1.0 － 5.0 MgCl2 5 － － 2.0 NaHCO3 5 4.0 2.0 20.0 葡萄糖 2.0 1.0－2.5 1.0 蒸馏水 均加至 1000ml  表内各成分除葡萄糖以 g 为单位外，均以 ml 为单位 对于低等动物，包括海水与淡水无脊椎动物等，由于其生活环境不同，所需生理溶液的成分与比例也有差别下表列出低等动物生理溶液成分 低等动物生理溶液成分表 g/1000ml 成分 人工海水 人工海水 Van’t Hoff 海水无脊椎动物（蟹） 海水无脊椎动物（砂、砾蟹） 海水无脊椎动物（淡水贝类） 海水脊椎动物（淡水鱼） NaCl 23.1 27.0 26.0 12.0 1.2 2.2 KCl 0.75 － 0.85 0.4 0.15 0.03 CaCl2 1.17 1.0 1.50 1.63 0.125 0.016 MgCl2 5.0 3.4 2.33 0.25 － － MgSO4 － 12.1 － － － － H3BO3 － － 0.55 － － － NaOH － － 0.02 － － － NaHCO3 － 5.0 － 0.2 － 0.03 Na2SO4 4.0 － 3.0 － － － 。